VIRUELA AVIAR


RESUMEN
La viruela aviar es una enfermedad de pollos y pavos causada por un virus con ADN del género
Avipoxvirus, de la familia Poxviridae. Su distribución es mundial. Es una enfermedad de dispersión
lenta que se caracteriza por formar lesiones proliferativas y costras en la piel, y lesiones de tipo
diftérico en la porción superior del tracto digestivo y respiratorio. En el caso de la forma cutánea, la
tasa de mortalidad es generalmente baja y las aves afectadas suelen recuperarse con mayor
probabilidad que las afectadas por la forma diftérica. En la forma diftérica, las lesiones
proliferativas en los conductos nasales, y en la laringe y tráquea, pueden causar dificultades
respiratorias y muerte por asfixia.
La viruela aviar causa un descenso transitorio en la producción de huevos y una velocidad de
crecimiento reducida en pollos jóvenes.
Identificación del agente: Cuando ocurren erupciones en la piel de áreas descubiertas debe
sospecharse viruela aviar. El examen histológico de lesiones cutáneas o diftéricas revela una
hiperperplasia epitelial con inclusiones intracitoplásmicas en las células afectadas. En los frotis de
las lesiones se pueden detectar cuerpos elementales utilizando el método de Giménez. Por tinción
negativa o por cortes ultrafinos de la lesión, la microscopía electrónica detecta partículas víricas
con la morfología característica de los poxvirus.
La forma diftérica de la viruela aviar con efectos sobre la tráquea debe diferenciarse de la
laringotraqueitis, que está causada por un herpesvirus y que se caracteriza por la presencia de
cuerpos de inclusión intranucleares.
El aislamiento del virus se realiza por inoculación en membranas corioalantoideas de embriones de
pollo de 9–12 días de desarrolllo, o en cultivo de células aviares.
Pruebas serológicas: Se pueden demostrar respuestas inmunes a la viruela aviar mediante
pruebas de neutralización vírica, inmunodifusión en gel de agar, inmunofluorescencia,
hemaglutinación pasiva, enzimoinmunoensayo o inmunotransferencia.
Requisitos para las vacunas y los materiales de diagnóstico: Se han comercializado vacunas
vivas modificadas de viruela aviar o viruela de las palomas obtenidas en embrión de pollo o en
cultivo de células aviares. El uso de vacunas está recomendado en áreas endémicas de la
enfermedad o en lugares en que se ha diagnosticado una infección.




A. INTRODUCCIÓN
La viruela aviar tiene una distribución mundial y está causada por un virus con ADN del género Avipoxvirus de la
familia Poxviridae (14, 1. Su incidencia es variable en áreas diferentes debido a diferencias climáticas, de
administración y de higiene, o a la práctica de una vacunación regular. La enfermedad puede originar
reducciones en la puesta de huevos o un retraso en el crecimiento de los pollos más jóvenes.
La viruela aviar es una enfermedad vírica de pollos y pavos de extensión lenta, que en la forma cutánea (viruela
seca) se caracteriza por la aparición de lesiones proliferativas, que varían de pequeños nódulos a masas
esféricas verrucosas sobre la piel de la cresta, barbillas y otras áreas sin plumas. En la forma diftérica (viruela
húmeda) se desarrollan en las membranas mucosas nódulos opacos blancos, ligeramente elevados, cuyo
tamaño aumenta con rapidez hasta formar una membrana diftérica amarillenta. Las lesiones se presentan en las
membranas mucosas de la boca, esófago, laringe o tráquea. La tasa de mortalidad es mayor en la forma diftérica
que en la cutánea, alcanzando a veces el 50% (19), sobre todo en aves jóvenes. En el genoma del virus de la viruela aviar se ha observado la integración de secuencias del virus de la reticuloendioteliosis (REV) (10). Es interesante que este caso de inserción ocurriera hace más de 50 años (7). Mientras que la mayoría de las cepas
naturales contienen el provirus del REV, las cepas vacunales solo tienen residuos de las largas repeticiones
terminales (13). La virulencia de las cepas naturales del virus de la viruela aviar aumenta con la presencia del
provirus del REV en el genoma. Se ha secuenciado por completo el genoma de una cepa similar a la cepa
vacunal del virus de la viruela aviar (1).


B. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO
1. Identificación del agente
El virus de la viruela aviar se multiplica en el citoplasma de las células epiteliales formando grandes cuerpos de
inclusión intracitoplásmica (cuerpos de Bollinger) que contienen cuerpos elementales más pequeños (cuerpos de
Borrel). Las inclusiones se pueden demostrar en cortes de lesiones cutáneas y diftéricas utilizando tinción con
hematoxilina y eosina (H&E), con naranja de acridina o con Giemsa (17). Los cuerpos elementales se pueden
detectar en frotis de lesiones, por ejemplo, por el método de Giménez (16) que se describe más adelante. Se
puede utilizar la microscopía electrónica para demostrar las partículas víricas con morfología típica de los
poxvirus, mediante tinción negativa o en cortes ultrafinos de tejidos infectados (3).
a) Técnica de frotis para la viruela aviar
i) Colocar en un porta limpio una gota de agua destilada y la lesión (cutánea o diftérica). Preparar un
frotis fino presionando la lesión con otro porta limpio y rotando varias veces el porta superior.
ii) Secar al aire y fijar el frotis con cuidado a la llama.
iii) Teñir el frotis durante 5–10 minutos con colorante recién preparado (8 ml de solución stock1 de fucsina
básica mezclada con 10 ml de tampón fosfato2, pH 7,5, y filtrado por papel de filtro Whatman número
1).
iv) Lavar cuidadosamente con agua del grifo.
v) Colorear para tinción de contraste con verde malaquita (0,8% en agua destilada) durante 30–60
segundos.
vi) Lavar el frotis con agua del grifo y secar a continuación.
vii) Examinar el frotis con aceite de inmersión. Los cuerpos elementales aparecen rojos y de un tamaño
aproximado de 0,2–0,3 µm.
b) Aislamiento del virus
El virus de la viruela aviar se puede aislar inoculando el material sospechoso en huevos embrionados. Se
inoculan la membranas corioalantoideas (MCAs) de embriones de pollo de 9–12 días de desarrollo con
aproximadamente 0,1 ml de de suspensión del tejido cutáneo o de la lesión diftérica con la concentración
adecuada de antibióticos. Los huevos se incuban a 37°C durante 5–7 días y después se examinan para
aparición de focos blancos de lesiones o un engrosamiento generalizado de las MCAs. El examen
histológico de las lesiones en la MCA revelará cuerpos de inclusión intracitoplásmicos y eosinófilos tras
tinción con H&E (17, 19).
Para propagar el virus de la viruela aviar también pueden emplearse fibroblastos primarios de embrión de
pollo, células renales de embrión de pollo, células dérmicas de embrión de pollo o la línea celular
permanente QT–35 de codorniz (6, 10). La adaptación de las cepas de virus a los cultivos celulares es un
requisito importante para la formación de placas o calvas, y no todas las cepas formarán inicialmente
placas.
c) Métodos moleculares
El análisis de los productos de endonucleasas de restricción es un método útil para comparar ADN de
genomas estrechamente relacionados y puede utilizarse para comparar aislamientos naturales y cepas
vacunales del virus de la viruela aviar (6, 10).
1 Solución stock: Se añade lentamente una solución de fucsina básica (5 g) en etanol al 95% (100 ml) a una segunda
solución de fenol cristalino (10 g) en agua destilada (900 ml). Esta solución stock se mantiene en una botella de cristal
con tapón de rosca bien cerrada y se incuba durante 48 horas a 37°C; luego se mantiene a temperatura ambiente.
2 Tampón fosfato, pH 7,5: En 1000 ml de agua destilada se añade NaH2PO4H2O (2,47g) y Na2HPO4 (11,65 g) y se
mantiene a 4°C.

Los fragmentos genómicos clonados del virus de la viruela aviar se pueden emplear con eficacia como
sondas de ácido nucleico para el diagnóstico. El ADN vírico aislado de lesiones puede detectarse por
hibridación con sondas genómicas, marcadas radioactivamente o sin marcar. Este método es
especialmente útil para diferenciar infecciones de viruela aviar y de laringotraqueitis cuando se presentan
lesiones traqueales (5).
Por la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) se pueden amplificar secuencias genómica de ADN de
varios tamaños utilizando cebadores específicos (. Recientemente se ha descrito una prueba de PCR
anidada para la detección de la viruela aviar (4). Esta técnica es útil cuando solo se dispone de una
cantidad muy pequeña de ADN vírico en la muestra.
2. Pruebas serológicas
Aunque en las infecciones por poxvirus tanto la inmunidad mediada por células (IMC) como la inmunidad
humoral desarrollan un papel importante, no resulta conveniente utilizar pruebas de la IMC para uso rutinario. Por
tanto, se usan pruebas serológicas para medir la respuesta de anticuerpos humorales específicos, del tipo de la
neutralización vírica (NV), inmunodifusión en gel de agar (IGDA), hemaglutinación pasiva y pruebas con
anticuerpos fluorescentes así como enzimoinmunoensayos. La evidencia de una inmunización favorable por la
vacuna se puede demostrar examinando una bandada a los 7–10 días de la vacunación para "tomas". Una toma
consiste en un hinchamiento de la piel o una costra en el sitio de inoculación de la vacuna, y su presencia denota
una inmunización acertada.
a) Neutralización vírica
Después de la interacción virus/suero, la actividad del virus residual puede probarse en huevos
embrionados o en cultivos celulares (9). Esta prueba es técnicamente exigente y puede no resultar
conveniente para diagnósticos rutinarios. Solo unas cuantas cepas de virus tienen capacidad para formar
placas en células de embrión de pollo. Los anticuerpos neutralizantes aparecen a las 1–2 semanas de la
infección.
b) Inmunodifusión en gel de agar
Los anticuerpos precipitantes se pueden detectar haciendo reaccionar los sueros con los antígenos víricos.
El antígeno puede derivar de lesiones de piel infectada o de lesiones de MCA después de la sonicación y
homogenización, así como de cultivos celulares infectados tratados como se describe en la Sección B.2.f.
más adelante. Se centrifuga la suspensión lisada y el sobrenadante se utiliza como antígeno. El medio de
difusión se prepara con 1% de agar, 8% de cloruro sódico y 0,01% de tiomersol. El antígeno vírico se
coloca en el pocillo central y los sueros problema en los pocillos periféricos. Es importante incluir un control
de suero negativo y suero positivo. Las placas se incuban a temperatura ambiente y las líneas de
precipitación aparecen a las 24–48 horas después de la incubación del antígeno con el anticuerpo contra
cepas homólogas o estrechamente relacionadas. La prueba es menos sensible que el ELISA (2) o que la
prueba de hemaglutinación pasiva (1.
c) Hemaglutinación pasiva
Los eritrocitos de oveja o caballo se sensibilizan con un antígeno parcialmente purificado de la viruela aviar
(1. El antígeno se prepara de MCAs infectadas o de células como se describe en la Sección B.2.f. más
adelante. La hemaglutinación pasiva es más sensible que la IGDA. La prueba origina reacciones cruzadas
entre los poxvirus aviares.
d) Pruebas de inmunofluorescencia
Las pruebas de inmunofluorescencia directa o indirecta revelan una fluorescencia intracitoplásmica
específica en células infectadas. La prueba indirecta es de uso común y consta de dos pasos: el anticuerpo
contra el virus de la viruela aviar reacciona primero con el antígeno en las células infectadas y después con
un anticuerpo secundario marcado con isotiocianato de fluoresceína contra la gammaglobulina de pollo (por
ejemplo, suero anti–pollo obtenido en cabra). Estos anticuerpos marcados están comercializados. A este
respecto, para pruebas con anticuerpo fluorescente se pueden utilizar con eficacia los cortes de tejidos
fijados con formalina.
e) Inmunoperoxidasa
La tinción específica de las inclusiones citoplásmicas es el resultado de la reacción de un anticuerpo
policlonal específico contra la viruela aviar, que está conjugado con peroxidasa de rábano, y los cortes
hidratados de tejidos (MCA o piel) o de cultivos fijados e infectados con viruela aviar. Se obtienen
resultados similares cuando se utilizan anticuerpos policlonales o monoclonales en una prueba indirecta.
Una ventaja de la técnica es que los cortes se pueden observar por microscopía de luz visible y se pueden
guardar durante mucho tiempo sin pérdida de color (17).
f) Enzimoinmunoensayo
Se han desarrollado ELISAs para detectar anticuerpos humorales contra el virus de la viruela aviar. Son
capaces de detectar anticuerpos 7–10 días después de la infección (2), pero estas pruebas todavía no se
han comercializado.
Los antígenos del virus de la viruela aviar se preparan de monocapas de células QT–35 infectadas, o de
lesiones de MAC. Las células QT infectadas se precipitan (700 g durante 10 minutos a 4°C), se lavan con
tampón isotónico (Tris 10 mM, pH 8,0, NaCl 150 mM, etilén diamino tetra–acético [EDTA] 5 mM), y se lisan
en tampón hipotónico (Tris 10 mM, pH 8,0, KCl 10 mM, EDTA 5 mM) con Triton X–100 al 0,1% y beta–
mercaptoetanol al 0,025%. Los núcleos y los restos celulares se eliminan por centrifugación a baja
velocidad (500 g durante 5 minutos a 4°C) y el sobrenadante se utiliza como fuente de antígenos del virus
de la viruela aviar para ELISA o para inmunotransferencia. Para aislar antígeno vírico de lesiones de MCA,
se necesita una dispersión inicial de las lesiones mediante tratamiento con detergentes como se describió
anteriormente. También se ha empleado como antígeno el virus propagado en fibroblastos o en células
dérmicas de embrión de pollo. La preparación del antígeno es como la descrita para las células QT.
Los pocillos de la placa de microtitulación se antigenizan con 1 µg de antígeno soluble vírico de la viruela
aviar en 100 µl de tampón de recubrimiento (Na2CO3 15 mM, NaHCO3 35 mM, pH 9,6) y se incuban
durante toda la noche a 4°C (2, 19). Cada pocillo se lava después una vez con solución de lavado (NaCl
0,29 M, Tween 20 al 0,05%) y se bloquea con solución salina tamponada con fosfato (PBS, pH 7,4), que
contenga 3% de seroalbúmina bovina (BSA), durante 1 hora a 37°C. Después de un lavado, se añaden a
los pocillos diluciones seriadas de los sueros problema en PBS con 1% de BSA. Tras agitar durante 2 horas
a 37°C, los pocillos se lavan tres veces antes de añadir 100 µl/pocillo de anticuerpos IgG (H+L) anti–pollo
obtenidos en cabra conjugados con peroxidasa de rábano3, a una dilución recomendada en PBS. Después
de 2 horas de incubación a 37°C y tres lavados subsiguientes, se añaden a cada pocillo 100 µl del substrato
de la peroxidasa TBM3. Las reacciones se terminan por adición de ácido fosfórico 1 M y se registra la
absorbancia a 450 nm utilizando un lector de placas ELISA4.
g) Inmunotransferencia
Las variaciones antigénicas que ocurren entre las cepas del virus de la viruela aviar pueden determinarse
por medio de inmunotransferencia. En este método, los antígenos se separan por SDS–PAGE
(electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecil sulfato sódico) y reaccionan con anticuerpos policlonales
o monoclonales contra el virus de la viruela aviar (6, 12, 14).



C. REQUISITOS PARA LAS VACUNAS Y LOS MATERIALES DE DIAGNÓSTICO
Los estudios iniciales indicaron la posibilidad de proteger a los pollos de la viruela aviar mediante la utilización de
virus de la viruela de paloma o de gallina (20). La vacunación se recomienda en áreas donde la viruela aviar es
endémica o en instalaciones donde se ha diagnosticado previamente la enfermedad. Se han comercializado
vacunas vivas de poxvirus de gallina y de paloma y también vacunas en vectores que protegen contra la
enfermedad. Estas vacunas proceden de embriones de pollo o de cultivos de células aviares.

Debe tenerse en cuenta la inmunidad adquirida pasivamente durante la vacunación de la descendencia de
bandadas que han sufrido una infección natural reciente o que se han vacunado recientemente. Como la
inmunidad pasiva (durante 2–3 semanas) puede interferir la multiplicación del virus vacunal, la descendencia solo
debería vacunarse tras el descenso de los anticuerpos de adquisición pasiva. La vacuna contra la viruela aviar se
aplica por el método de la punción en la membrana alar.
1. Control del inóculo
a) Características del inóculo
Se debe establecer un inóculo primario o maestro de virus (MSV) y usarlo según un sistema de lotes de
siembra. Se debe mantener un registro de su origen, historia de pases y características. Los virus pueden
ser de viruela aviar o de viruela de paloma. El MSV se debe propagar en servicios adecuados, con materiales que cumplan estándares aprobados y debe probarse respecto a ausencia de contaminantes así
como para identidad y pureza.
b) Método de cultivo
El MSV debe propagarse en embriones de pollo libres de patógeno específico (SPF), utilizando las MCAs, o
en cultivos celulares aviares, como fibroblastos primarios de embriones de pollo, riñón o dermis de embrión
de pollo.
c) Validación como vacuna
i) Pureza
Antes de probarlo para pureza, el MSV se puede neutralizar con un suero hiperinmune específico.
Debido a la dificultad de neutralizar el poxvirus aviar, se acepta tratar el MSV por centrifugación a
1.000 g durante 20 minutos y después filtrarlo por un filtro de 0,2 µm. El MSV neutralizado o filtrado se
usa luego en pruebas para demostrar la ausencia de agentes extraños. Estas pruebas deben
realizarse en huevos embrionados o en cultivos celulares aviares para demostrar la inexistencia de
replicación vírica y en pollos SPF para demostrar la ausencia de anticuerpos frente a agentes
extraños.
ii) Inocuidad
Las vacunas solo deben prepararse de una cepa de virus estable y atenuada o de aislamientos
naturales de baja virulencia.
La vacuna debe ser inocua por la ruta de administración recomendada, que es por punción en la
membrana alar, a todas las edades en aves susceptibles. Una prueba adecuada es tomar 10 pollos
SPF e inocular cada uno pinchando la membrana alar con una aguja mojada en la vacuna. Las aves
se observan durante 7–10 días para evidencia de "tomas" y para la ausencia de efectos adversos
atribuibles a la vacuna. Una "toma" es una inflamación de la piel o una costra en el sitio de aplicación
de la vacuna e indica una vacunación adecuada. La prueba de inocuidad debe repetirse después de al
menos seis pases seriados del virus en pollos SPF, para mostrar que no ha habido reversión a la
virulencia.
iii) Eficacia
Deben obtenerse datos utilizando el nivel de pases más alto y el título más bajo de virus que se va a
utilizar en el producto final: se da una dosis de vacuna por el método recomendado a 20 pollos SPF de
la edad menor indicada para la vacunación. Estos pollos, junto con otros 20 no vacunados de la
misma edad y origen, son inoculados en desafío 3 semanas después por escarificación con una cepa
virulenta de virus de la viruela aviar. Las aves se observan durante 3 semanas. El noventa por ciento
de las aves control deben presentar lesiones debidas al virus de desafío y al menos el 90% de las
aves vacunadas deben estar libres de tales lesiones.
2. Método de fabricación
La vacuna se fabrica por un sistema de lotes de inóculo con el MSV validado. Esto debe realizarse en
instalaciones aprobadas y diseñadas para evitar el riesgo de contaminación. Todos los medios y cultivos
celulares deben probarse para asegurar la ausencia de contaminación.
3. Control del proceso
Durante el proceso de validación como vacuna, se deben comparar los datos de eficacia con el contenido del
virus de la vacuna. Se puede establecer así una potencia adecuada. La vacuna debe dispensarse en los
recipientes finales para asegurar que cada recipiente tiene virus suficiente para alcanzar la potencia
especificada.
4. Control de lotes
a) Esterilidad
Pruebas para esterilidad y ausencia de contaminación de los materiales biológicos
b) Inocuidad
Para cada lote de vacuna se debe utilizar la prueba de inocuidad
c) Potencia
Deben realizarse pruebas sobre el contenido vírico en al menos tres recipientes. Las diluciones deben de
abarcar un rango de infectividad de 0–100%, usando saltos de dilución de 1/5 y siete réplicas por dilución.
Si es posible, la prueba debe llevarse a cabo en paralelo con una vacuna estándar. Cada lote de vacuna se
titula en el diluyente suministrado para dicho uso. Normalmente, el título de virus no debe ser mayor que
1/10 de la dosis a la que se ha demostrado que la vacuna es segura ni inferior al título determinado en la
prueba de eficacia. Una potencia adecuada para una vacuna viva contra la viruela aviar suele estar en la
zona de 105 EID50 (dosis infectiva del 50% para embriones) por ml.
d) Duración de la inmunidad
La prueba de eficacia presentada en la Sección C. 1. c. iii puede usarse para determinar la duración de la
inmunidad (aproximadamente 6–12 meses) mediante pruebas a intervalos después de la vacunación,
usando grupos distintos de aves en cada prueba.
e) Estabilidad
Para justificar la caducidad, deben presentarse evidencias sobre la estabilidad. Éstas deben basarse en
titulaciones víricas realizadas periódicamente hasta 3 meses más allá de la caducidad propuesta y
verificadas en, por lo menos, seis lotes de vacuna mantenidas en las condiciones recomendadas de
almacenamiento.
f) Conservantes
No se utilizan conservantes en vacunas vivas.
g) Precauciones (riesgos)
Normalmente se recomienda no vacunar a las aves que están de puesta. Se debe evitar el contacto de la
vacuna viva con el hombre. La vacuna estándar contra la viruela aviar no se usa con palomas, que pueden
vacunarse con la vacuna contra el poxvirus de las palomas. En muchos países, la vacuna de las palomas
se ha visto reemplazada por la vacuna viva atenuada contra la peste aviar diseñada para utilizar en pollos
de un día de edad. Estos productos se han utilizado con seguridad en palomas a falta de vacuna disponible
contra el poxvirus de las palomas.
5. Pruebas sobre el producto final
a) Inocuidad
En cada lote se emplea la prueba de seguridad que se describe en la Sección C.1.c.ii.
b) Potencia
En cada lote se emplea la prueba de potencia descrita en la Sección C.4.c.


REFERENCIAS




1. AFONSO C.L., TULMAN E.R., LU Z., ZSAK L., KUTISH G.F. & ROCK D.L. (2000). The genome of fowlpox virus. J.
Virol., 74, 3815–3831.
2. BUSCAGLIA C., BANKOWSKI R.A. & MIERS L. (1985). Cell–culture virus neutralization test and enzyme–linked
immunosorbent assay for evaluation of immunity in chickens against fowlpox. Avian Dis., 29, 672–680.
3. DOANE F.W. & ANDERSON N. (1987). Electron Microscopy in Diagnostic Virology: A Practical Guide and Atlas.
Cambridge University Press, Cambridge, UK.
4. FALLAVENA L.C., CANAL C.W., SALLE C.T., MORAES H.L., ROCHA S.L. & PEREIRA DA SILVA A.B. (2002). Presence
of avipoxvirus DNA in avian dermal squamous cell carcinoma. Avian Pathol., 31, 241–246.
5. FATUNMBI O.O., REED W.M., SCHWARTZ D.I. & TRIPATHY D.N. (1995). Dual infection of chickens with pox and
infectious laryngotracheitis (ILT) confirmed with specific pox and ILT DNA dot–blot hybridization assays.
Avian Dis., 39, 925–930.
Capítulo 2.7.12. — Viruela aviar
1004 Manual de la OIE sobre animales terrestres 2004
6. GHILDYAL N., SCHNITZLEIN W.M. & TRIPATHY D.N. (1989). Genetic and antigenic differences between fowlpox
and quailpox viruses. Arch. Virol., 106, 85–92.
7. KIM T.J. & TRIPATHY D.N. (2001). Reticuloendotheliosis virus integration in the fowlpoxvirus genome: not a
recent event. Avian Dis., 45, 663–669.
8. LEE L.H. & LEE K.H. (1997). Application of the polymerase chain reaction for the diagnosis of fowlpoxvirus
infection. J. Virol. Methods, 63, 113–119.
9. MORITA C. (1973). Studies on fowlpox viruses. II. Plaque neutralization test. Avian Dis., 17, 93–98.
10. SCHNITZLEIN W.M., GHILDYAL N. & TRIPATHY D.N. (1988). Genomic and antigenic characterisation of
avipoxviruses. Virus Res., 10, 65–76.
11. SINGH P., KIM T.–J. & TRIPATHY D.N. (2000). Re–emerging fowlpox: evaluation of isolates from vaccinated
flocks. Avian Pathol., 29, 449–455.
12. SINGH P., KIM T.–J. & TRIPATHY D.N. (2003). Identification and characterisation of fowlpox virus strains using
monoclonal antibodies. J. Vet. Diagn. Invest., 15, 50–54.
13. SINGH P., SCHNITZLEIN W.M. & TRIPATHY D.N. (2003). Reticuloendotheliosis virus sequences within the
genomes of field strains of fowlpox virus display variability. J. Virol., 77, 5855–5862.
14. SINGH P. & TRIPATHY D.N. (2000). Characterization of monoclonal antibodies against fowlpoxvirus. Avian
Dis., 44, 365–371.
15 TRIPATHY D.N. (1993). Avipoxviruses. En: Virus Infections of Vertebrates − Virus Infections of Birds, Vol. 4,
McFerran J.B. & McNulty M.S., eds. Elsevier Science Publishers, Amsterdam, the Netherlands, 5–15.
16. TRIPATHY D.N. & HANSON, L.E. (1976). A smear technique for staining elementary bodies of fowlpox. Avian
Dis., 20, 609–610
17. TRIPATHY D.N., HANSON L.E. & KILLINGER A.H. (1973). Immunoperoxidase technique for detection of fowlpox
antigen. Avian Dis., 17, 274–278.
18. TRIPATHY D.N., HANSON L.E. & MYERS W.L. (1970). Passive hemagglutination test with fowlpox virus. Avian
Dis., 14, 29–38.
19. TRIPATHY D.N. & REED W.M. (1997). Pox. En: Diseases of Poultry, 11th Edition, Saif, Y.M., Barnes, H.J.
Glisson, J.R. Fadly, A.M., McDougald L.R. & Swayne, D.E., eds. Iowa State University Press, Ames, Iowa,
USA, 253–269.
20. TRIPATHY D.N. & REED W.M. (1998). Pox. En: A Laboratory Manual for the Isolation and Identification of
Avian Pathogens, Fourth Edition, Swayne D.E., Glisson J.R., Jackwood M W., Pearson J.E., & Reed W.M.,
eds. American Association of Avian Pathologists, University of Pennsylvania, New Bolton Center, Kennett
Square, PA 19348–1692, USA, 137–140.
21. WINTERFIELD R.W. & HITCHNER S.B. (1965). The response of chickens to vaccination with different
concentrations of pigeon pox and fowlpox viruses. Avian Dis., 9, 237–241.
_________________
AVIARIO DIEGO Y CLAUDIA. BAEZA 2008

ASOCIACIÓN ORNITOLÓGICA EL AVIARIO DE ÚBEDA

C.N. 1W 44

Muy interesante, pero veo que tiene la firma de Paco y Rafa, asi que un 10 para los dos y a buscar la vacuna para este año una vez que pase la cria, pero debe ser un servicio que nos asegure que no se rompe la cadena del frio, un saludo.

Noooo, no me pongas medallas que no me corresponden; yo simplemente he pegado aquí el artículo que Rafa puso en el apartado de enfermedades.
En este apartado, al no tener tantas entradas, los artículos no se pierden en el fondo del foro y los tenemos a mano para quien las necesite

huy perdona Paco, no habia leido el articulo en el otro apartado, nos vemos en Cazorla.

Gracias Pancho: Este artículo lo subió Pancho en otro apartado, pero creo interesante dejarlo en este apartado para que no se pierda.


INFOMERIAL

Propiedades biológicas e inmunológicas de las vacunas recombinantes vectoriadas del virus de la viruela del canario (Canarypox)


AUTOR: INFORMACIÓN TÉCNICA PARA EL Doug Carithers, D.V.M. MÉDICO VETERINARIO

Tradución al Español

M.V.Z. Jorge A. Domínguez O. JUNIO 04

Introducción

La nueva tecnología que utiliza el virus vector de la viruela del canario (canarypox) ha probado ser segura y efectiva en estimular inmunidad. El virus recombinate de viruela del canario estimula una respuesta inmune sin adyuvantes.
Esta tecnología permite a los veterinarios eliminar los efectos indeseables de los adyuvantes.

Las vacunas recombinantes de viruela del canario contienen solamente pequeños fragmentos del agente patógeno y no al organismo completo, por lo mismo, no es posible que el producto final pueda causar enfermedad en el animal vacunado. Este estudio demostró que el virus de viruela del canario atenuado por sí solo, o en una vacuna recombinante, es incapaz de replicar en ningún tejido de mamífero. Además, este estudio demostró que la vacunación con una forma recombinante de viruela del canario no interfirió con el desarrollo de inmunidad en la respuesta de una vacuna recombinante diferente que contenía el mismo vector de viruela del canario.


Merial México, S.A. de C.V. Una compañía de Merck Sharp & Dohme y Aventis


Puntos clave

Las vacunas recombinantes de virus vector de viruela del canario no provocan efectos indeseables asociados a las vacunas con adyuvantes.

Las vacunas recombinantes de virus vector de viruela del canario contienen solamente fragmentos del agente patógeno y no al patógeno completo, por lo mismo, es imposible que el producto final pueda causar enfermedad en
los animales vacunados.

Las vacunas recombinantes de virus vector de viruela del canario confieren niveles de inmunidad protectora sin replicar en tejidos de mamíferos.

La inmunidad conferida con una vacuna recombinate de virus vector de viruela del canario no afectará la capacidad inmunogenica de otra vacuna recombinante que contiene el mismo vector de viruela del canario.

Merial es la primer compañía de salud animal en desarrollar y comercializar biológicos recombinantes de virus vector de Viruela del Canario en una vacuna de moquillo canino en la línea RECOMBITEK®



El virus de Viruela del Canario como vector

El virus de viruela del canario pertenece al género Avipoxvirus y a la familia de los Poxviridae. Los Avipoxvirus son realmente muy específicos en su huésped ya que no son capaces de replicar y causar enfermedad en otro tejido que no sea el de especies aviares. El virus vector de viruela del canario utilizado en las vacunas recombinantes, es realmente una cepa atenuada del virus patógeno, la cual, si es administrada a los canarios, previene la infección natural en las aves vacunadas.

Virus vector de Viruela del Canario (ALVAC)

La cepa de viruela del canario utilizada en este trabajo como vector recombinate en los biológicos se denomina ALVAC. Este virus de viruela del canario fue originalmente aislado y obtenido de una lesión en un canario infectado
con viruela. El mismo, fue atenuado mediante 200 pasajes seriados en células de fibroblastos de embrión de pollo.
La cepa atenuada, denominada KANAPOX®, tiene licencia en Francia como una vacuna para prevenir la viruela en los canarios. Antes de que la cepa aislada fuera seleccionada, propagada en cultivo y denominada ALVAC, la cepa KANAPOX® fue sujeta a cuatro ciclos de purificación en placa de agarosa.

Virus vector de Viruela del Canario (ALVAC) en mamíferos

Las cepas ALVAC y ALVAC recombinante son incapaces de replicar en líneas celulares diferentes a las aviares, incluyendo las de mono, ratón, gato y humano. Esto fue demostrado en un estudio ciego en el que cultivos de tejidos fueron infectados con pasajes 8 ó 10 veces secuenciales de 7 días de duración utilizando líneas celulares de humano, mono y fibroblastos de embrión de pollo. Las células de fibroblastos de embrión de pollo (células aviares) permitieron un incremento de 100 veces en el título con cada pasaje. En contraste, en las líneas celulares de humano
y mono (células no aviares), el título viral después de 2 pasajes no fue detectado. En cultivos celulares de mamíferos el virus de la viruela del canario no replicó como lo hizo en la línea celular aviar.

Los Poxvirus tienen una doble cadena larga de DNA. Son los únicos virus DNA que replican en el citoplasma de la célula y no en el núcleo. No ocurre interacción entre el DNA viral y el nuclear celular. Los virus de la viruela del canario tienen requerimientos específicos citoplasmáticos que permiten su replicación, los cuales, no se encuentran en el citoplasma celular de los mamíferos.

Recombinantes adicionales en virus vector ALVAC

Debido a que el virus de la viruela del canario (canarypox) está compuesto por una cadena larga de molécula de DNA múltiples, las porciones del DNA pueden ser reemplazados con DNA de otro origen. Segmentos de DNA sencillos o múltiples de un organismo causante de enfermedad pueden ser insertados en el DNA de un vector ALVAC. Solo los segmentos, y no el organismo patógeno completo, son incorporados al vector ALVAC. Esto impide que el producto final pueda causar enfermedad en el animal vacunado.

Esta tecnología ofrece una gran ventaja en contra de la diseminación de las enfermedades virales. Las fracciones de DNA de los siguiente virus están siendo estudiadas y desarrolladas para ser integradas en vacunas recombinantes con
el vector ALVAC: Virus de la Leucemia felina, virus de la Encefalitis Japonesa, Virus de la Influenza equina, virus de la rabia, virus del moquillo canino, virus del Sarampión y virus HIV-1. Todos estos recombinantes de virus vector
ALVAC han demostrado tanto capacidad inmunogénica como seguridad en los animales estudiados.

Capacidades inmunogénicas de las vacunas recombinantes de ALVAC

Las capacidades inmunogénicas de las vacunas recombinantes de ALVAC están bien documentadas en múltiples estudios de campo y, en general, en condiciones reales de desafío. Un virus vector ALVAC de moquillo recombinante es usado en la fracción de moquillo de las vacunas RECOMBITEK™. Esta vacuna contra moquillo
recombinante hecha con una tecnología novedosa para la medicina veterinaria ofrece seguridad y eficacia misma que ha sido probada en diferentes estudios. La línea RECOMBITEK™ está aprobada por el Departamento de Agricultura
de los Estados Unidos (USDA) y ha demostrado ser segura y efectiva previniendo el moquillo canino en la práctica desde su lanzamiento a comienzos de 1997.

El desempeño y duración de la inmunidad de las vacunas recombinantes experimentales de vector ALVAC han sido confirmados en varios estudios de desafío. Los gatos vacunados con una vacuna recombinante experimental ALVAC
del virus de la Leucemia felina (FeLV) estuvieron protegidos contra el desarrollo de viremia persistente posterior al desafió de FeLV. Ratones vacunados con una vacuna recombinate ALVAC del virus de la Encefalitis Japonesa (JEV) fueron protegidos contra el desafío letal de JEV. Perros vacunados con una dosis sencilla de vacuna recombinante experimental ALVAC del virus de la rabia estuvieron protegidos contra un desafío letal de rabia 36 meses después de la vacunación. Estos estudios representan desafíos relevantes a la inmunidad inducida con vacunas
recombinates ALVAC.

La medición de la respuesta inmune de las vacunas recombinates ALVAC ha sido probada en varias especies de mamíferos. Ratones que fueron vacunados con una vacuna recombinante ALVAC que expresa la envoltura glicoproteica del virus HIV-1 desarrollaron respuesta de anticuerpos específicos y linfocitos T citotóxicos. Monos
ardilla, chimpancés y macacos vacunados con una vacuna recombinante ALVAC de rabia respondieron con niveles significativos de anticuerpos neutralizantes de rabia y, estos mismos anticuerpos, se incrementaron después de la
segunda vacunación. La inmunización con vacunas recombinantes ALVAC ha demostrado una respuesta elevada tanto en la inmunidad humoral (medible por títulos de anticuerpos) como en la respuesta inmune mediada por células en las especies vacunadas.


Estos ejemplos de vacunas recombinantes ALVAC, que incorporan fracciones de diferentes virus en numerosas especies de mamíferos, muestran la gran utilidad de las vacunas recombinantes como vehículos de inmunización para un amplio rango de enfermedades.

Exposición previa a otros recombinantes ALVAC

La vacunación con una forma recombinante de virus de la viruela del canario (canarypox) no interfirió con el posterior desarrollo de inmunidad en respuesta a una diferente vacuna recombinante ALVAC. La respuesta inmune a una vacuna recombinante ALVAC de rabia no decreció en monos ardilla previamente expuestos a la viruela del canario o viruela del canario recombinante. Cuando esos mismos monos ardilla fueron vacunados con una vacuna recombinante ALVAC del virus del sarampión, estos respondieron con niveles protectores de anticuerpos contra
sarampión. De acuerdo con los autores, estos resultados indican que exposiciones previas a recombinantes ALVAC no deben interferir con la respuesta inmune de vacunaciones subsecuentes con el mismo recombinante ALVAC.

Conclusión

El vector ALVAC (virus de viruela del canario), solo o en forma recombinante, posee una notable seguridad y eficacia en mamíferos. Utilizado como vacuna permite el desarrollo de inmunidad protectora sin el uso de adyuvantes. Este estudio demostró que la viruela del canario atenuada sola o en forma recombinante no puede replicar en ninguna especie de los mamíferos estudiados. De cualquier forma, los recombinantes de viruela del canario confieren inmunidad protectora en las especies sometidas a evaluación. Además, se demostró que la vacunación con una forma recombinante de virus de la viruela del canario (canarypox) no interfiere con el desarrollo
posterior de inmunidad en respuesta a una diferente vacuna recombinante ALVAC. De acuerdo con los autores el perfil de seguridad e inmunogenicidad de las vacunas recombinantes ALVAC permite un fuerte potencial para el
vector ALVAC como un nuevo vehículo de inmunización tanto en veterinaria como en medicina humana preventiva.

Referencias citadas:

1.-Perkus ME, Tartaglia J, Paoletti E. Poxvirus-based vaccine candidates for cancer, AIDS, and other infectious
diseases. J Leukoc Biol., 1995; 58: 1-13

2.-Plotkin SA, Cadoz M, Meignier B, et al. The safety and use of canarypox vectored vaccines. Dev Biol Stand,
Base, Karger, 1995; 84: 165-170

3.-Al Sarraf R. Update on feline vaccine-associated fibrosarcomas. Vet Med, 1998; 93;8: 729-735


Merial México, S.A. de C.V. Una compañía de Merck Sharp & Dohme y Aventis


_________________
Q-413-FRANCISCO JOSE CESPEDOSA PEREZ.